1 药理实验基本操作

实验1 药理实验基本操作

一、 试验报告的撰写

实验报告要求结构完整、条理分明、用词规范、详略得当。一般包含：试验题目、试验目的、实验原理、试验材料、试验方法、实验结果、讨论、结论、注意事项。

二、

三、 注射器的使用方法

试验目的：掌握注射器的使用方法

试验材料：

器材：注射器 1 ml、2 ml、5 ml；针头：4号、5号、6号。一般小鼠皮下、腹腔、肌肉注射用5.0-6号针头，静脉注射用4.5号或5号针头，口服灌胃用12号针头；大鼠与兔子所用16号针头。

药品：生理盐水

试验方法：

1、 安装针头：选择适宜号数的针头，安装在针管的管嘴上，拧紧，要求针尖斜面与针管刻度面一致。

2、 吸取药液：将针尖浸入药液中，左手持针管，右手提抽针芯，缓慢吸取药液至需要量。

3、 排尽气泡：将吸入药液的注射器垂直向上，先抽一下针芯，使针头内的药液进入针管，并使针管内的空气汇集在药液上面，然后轻轻推动针芯，使空气自针头排出，直至溢出药液为止。若遇小气泡不易排出时，可再抽入空气少许，使该微量气泡汇合于抽入的空气中，然后一并排出。

4、 持注射器：

（1） 用右手拇、中二指持注射器（针管的刻度面朝上以便观察注入的药液量）。食指固定在针头与针管接头处；进针后，用食指夹住针管，拇指推动针芯注药。

（2） 用右手拇、中二指持注射器（针管的刻度面朝上以便观察注入的药液量）。无名指固定在针头和针管接头处，食指推动针芯注药。

注意事项：

1、 选择适宜的注射器及针头；

2、 按接针头时须旋转90度；

3、 针头斜面与针管刻度面一致；

4、 排尽气泡；

5、 注射器针头按接处需用食指或无名指固定；

6、 注射器用后须洗净，以防药液污染； 药理学实验设计的三大原则 重复、随机、对照。

四、 实验动物简介

1. 常用种类：小鼠、大鼠、地鼠、豚鼠、兔、、猫、犬、猴和鸡，青蛙、蟾蜍，猴和猩猩等实验动物。

① 青蛙和蟾蜍易饲养，一般用其心脏，观察药物对心脏的作用；其坐骨神经腓肠肌标本可观察药物对周围神经、横纹肌或神经肌肉接头的作用，用于局麻药和肌松药的研究；

② 小鼠，最常用，易大量繁殖，适用于需要大量动物的试验，如半数致死量和药物的初步筛选试验；

③ 大鼠，可用于不便用小鼠进行的试验，如血压试验；大鼠对炎症比较敏感，可用于观察药物的抗炎作用。大鼠无胆囊，便于通过胆管手机胆汁；大鼠也是新药进行长期毒性试验的常规动物；

④ 豚鼠，用于筛选平喘药和抗组胺药，抗结核药。

⑤ 新西兰兔，兔子的皮肤对刺激物的反应接近人，适用于观察药物对皮肤的局部作用；成年雌兔常用于避孕药研究；作用于心脏、血压、呼吸的药物，以及解热药和热源检查。

⑥ 猫，血压试验等；

⑦ 犬，适于慢性试验，新药临床前毒性试验，犬和猫对呕吐反应很灵敏，常用于观察药物的致吐和镇吐作用。

⑧ 猴和猩猩，高级动物，接近于人类。常用于观察药物对行为的影响。新药临床前安全性评价也需要使用猴。

2. 我国将实验动物按照微生物控制进行等级分类：

① 一级动物（普通动物，CV）：是实验动物中微生物控制要求最低的动物。外观健康，未见异常，在开放系统内饲养和繁殖。空气未经净化，动物本身所携带的微生物状况不明确，仅要求不能带有人畜共患的和导致动物烈性传染病的病原体。比如市场买入的家鸽、猫等动物。 ② 二级动物（清洁动物，CL）：在半屏障系统或屏障系统内饲养和繁殖。 不带有动物传染病病原体，如小鼠肝炎病毒等。国外没有这个级别的动物，我国目前也在逐渐淘汰这个级别的动物。现在大鼠和小鼠的常用动物都需要SPF级。

③ 三级动物，即无特定病原体动物（SPF）：在屏障系统或系统内饲养和繁殖，经检验无特殊病原菌，无传染病的健康实验动物。SPF级动物来源于无菌动物或剖宫产动物，饲养于屏障系统中，体内及环境中都不存在致病性的微生物和寄生虫，属于健康无病的动物。基本上毒理试验都要求SPF级的动物。

④ 四级动物（无菌动物，GF）：在隔离系统内饲养和繁殖。体内外均无任何微生物和寄生虫。无菌动物来源于无菌剖宫产，然后将幼仔转移到绝对屏障系统——隔离器中，经人工哺育或无菌动物代乳饲养而成。一般研究肿瘤药物，要用到这个级别的动物。

还有一种为悉生动物，也是在隔离系统内饲养，人为地将指定的微生物投入无菌动物体内形成的。级别位于三级和四级之间。

五、 常用动物的捉拿及给药方法

（一） 小白鼠

1、 捉拿法：用右手提起鼠尾，放于粗糙物（如鼠笼）面上，并向后拉，趁小鼠用力抓住粗糙面力图向前逃跑时，以左手拇指和食指捏住其两耳及头部皮肤，翻转鼠体，使腹部向上平卧于掌心内，用无名指和小指压住鼠尾而将小鼠完全固定于手中。

2、 给药法

（1） 灌胃：将小鼠固定后，使口部向上，将颈部拉直，使口腔与食管呈一条直线，右手持小鼠灌胃针，自口角插入口腔内，沿上颚后壁轻轻插入食管内，如插入无阻力、动物安静、无呼吸异常、口唇发钳等现象即可注入药液（若遇阻力，可抽出再插，避免穿破食管或误入气管内而致死亡）。

灌胃体积：0.1-0.2 ml/10 g，每只最大量不超过1.0 ml。

（2）皮下注射：通常选择背部皮下注射，操作时左手拇指和食指轻轻拉起背部皮肤，右手持注射针水平刺入皮下，针尖向左右摆动，易摆动说明针尖确实已经刺入皮下，然后注射药液。拔针时旋转出针，以手捏住针刺部位，防治药液外漏。

注射体积：0.1-0.3 ml/10 g。

（3） 腹腔注射：左手捉拿动物，将腹部朝上，右手拿注射器，针头刺入方向与腹部呈45度角，一般由左右下腹部刺入。为避免刺破内脏，可将小鼠头部放低，使脏器移向横隔处，勿刺入肝或膀胱。当针头刺入腹腔有空虚感时即可给药液。

注射体积： 0.2 ml/10 g，每只最大量不超过1.0 ml。

（4） 性别辨认：雌性小鼠：肛门与生殖器距离近，有阴道；

雄性小鼠肛门与生殖器距离远，有睾丸。大鼠和新西兰兔性别辨认同小鼠。

（二） 大白鼠

1.大鼠灌胃

大鼠灌胃是最常见的给药方法之一。灌胃所用的针头可以从市场上购买，操作方法和小鼠灌胃大同小异，只是由于大鼠体积较大，抓大鼠的手法和小鼠有所不同。

大鼠灌胃是在清醒状态下进行的，不需要麻醉。大鼠的灌胃针长约6～8 cm，直径约1.2 mm。 大鼠灌胃时，右手持灌胃注射器，左手拇指和食中二指相对，抓住大鼠颈部皮肤，使大鼠的头部和颈部及躯干呈一直线，不需要固定大鼠的尾巴，就可以实施灌胃操作了，其余的操作均和小鼠一样。

大鼠一般灌胃量为1 ml/100g体重，因此一般大鼠灌入2 ml是可以的。大鼠的灌胃给药体积一般为5～10 ml/kg。但是药物的浓度是需要自己按照动物实验方法学的方法进行换算：200 g大鼠对应70 kg人的折算系数为0.018。

2.大鼠腹腔注射

腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。 大鼠腹腔注射的方法和小鼠基本相同。

大鼠腹腔注射可以用5 ml的注射器，配合5.5～7号针头。

腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住大鼠的尾巴，另外三个手指抓住大鼠的颈部，使大鼠的头部向下。这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大 …… 此处隐藏：2014字，全部文档内容请下载后查看。喜欢就下载吧 ……